Enzyme RNase và các chất ức chế enzyme RNase

RNases là gì?

RNases là một trong những enzyme được tế bào tiết ra phổ biến nhất, thực hiện một loạt các vai trò sinh học. Các chất ức chế Rnase thường được sử dụng trong quá trình tổng hợp cDNA, RT-PCR và RT-qPCR. Các chất ức chế Rnase là 1 yếu tố quan trọng ảnh hưởng tới sự thành công của quá trình tổng hợp cDNA; phản ứng RT-PCR, RT-qPCR, phiên mã trong ống nghiệm hoặc thử nghiệm dịch mã.

RNase, còn được gọi là ribonuclease, là enzyme thủy phân liên kết của phân tử RNA. Chúng là một thành phần không thể thiếu trong quá trình xử lý, phân hủy RNA và điều hòa gen [1][2][3][4]. Tất cả các sinh vật đều chứa RNase, cho thấy rằng chúng là một phần quan trọng đối với sự sống [1][5]. Trên thực tế, lượng RNase trong các sinh vật là rất nhiều, đến nỗi sự hiện diện của chúng thường gây ảnh hưởng bất lợi cho các kỹ thuật liên quan đến RNA, như tổng hợp cDNA, RT-PCR, RT-qPCR, v.v. Ngoài ra, Rnase còn có nhiều loại khác nhau và được chia thành hai nhóm lớn: endoribonuclease và exoribonuclease [1].

Endoribonuclease là các enzym phân cắt bên trong các phân tử RNA – chúng thủy phân các liên kết phosphodiester nằm ở giữa để phân cắt RNA [1][6][7]. Endoribonuclease có thể được chia thành 3 nhóm: Enzyme đặc hiệu cho RNA sợi đơn (ví dụ RNase A), Enzyme đặc hiệu cho RNA sợi kép (ví dụ RNase C) và Enzyme đặc hiệu cho các cơ chất khác(ví dụ RNase H) [8].

• RNase A là RNase được sử dụng phổ biến nhất trong nghiên cứu. Hầu hết các chất ức chế RNase trên thị trường cũng nhắm mục tiêu cụ thể RNase này. Ribonuclease A thuộc họ ribonuclease tụy vì nó được tìm thấy với số lượng lớn trong tuyến tụy của động vật có vú và một số loài bò sát [9]. RNase A là một endoribonuclease tấn công vào 3’ phosphate của một nucleotide pyrimidine [8]. Nó chủ yếu được tìm thấy bên ngoài tế bào, được tiết ra bởi tuyến tụy [10]. RNase A là enzyme được tổng hợp nhân tạo đầu tiên, chứng minh rằng các phân tử sinh học có thể được tạo ra một cách nhân tạo [11]. Khám phá này đã được trao giải thưởng Nobel [12].
• RNase B cũng thường được sử dụng trong nghiên cứu và là mục tiêu các chất ức chế Rnase nhắm tới. Nó thuộc cùng họ RNase với RNase A [ 9][ 13]. Cả hai chỉ khác nhau ở một phân tử đường còn lại, làm cho RNase B được glycosyl hóa, không giống như RNase A (không được glycosyl hóa) [13]. Do đó, RNase B được biết là ổn định hơn trong cả hai [14].
• RNase C (RNase III) là một endoribonuclease thủy phân phụ thuộc vào Mg ²⁺, mục tiêu cụ thể của enzyme này là rRNA sợi kép bằng cách tách nó ra và biến đổi dsRNA thành RNA trưởng thành [1][2][ 8][ 15]. Điều này là cần thiết vì trong trường hợp RNA ổn định, các RNA sơ khai cần được cắt để chúng có cấu trúc chức năng và bắt đầu dịch mã [1]. Do đó, RNase C tham gia tích cực vào quá trình điều hòa phiên mã và thời gian tồn tại của mRNA [1][2]. Nó cũng có vai trò trong quá trình xử lý rRNA, kiểm soát biểu hiện gen sau phiên mã và bảo vệ chống lại sự lây nhiễm virus [ 2][ 15].
• RNase H , giống như RNase C, phụ thuộc vào Mg ²⁺ [1]. Nó tách RNA dưới dạng sợi đôi DNA/RNA trong quá trình sao chép và sửa chữa [16]. Nó không đặc hiệu và xúc tác quá trình phân cắt RNA theo cơ chế thủy phân cùng với Mg ²⁺ [1]. Do khả năng phân cắt RNA đặc biệt của nó, RNase H rất quan trọng đối với quá trình tổng hợp cDNA và giúp ngăn chặn sự sao chép nhiễm sắc thể bất thường [ 1][ 16].
• RNase P rất thú vị vì nó là một trong hai ribozyme chuyển gen nhiều lần được biết đến trong tự nhiên [5][17][18] – cũng là một khám phá đã giành được giải thưởng Nobel [18][19]. Một trong những chức năng được biết đến nhiều nhất của nó là cắt bỏ trình tự dẫn đầu từ đầu 5′ của tRNA sơ khai để tạo ra các tRNA trưởng thành [1]. Một cách khác là điều chỉnh quá trình phiên mã của nhiều RNA nhỏ không mã hóa [20]. Mặc dù enzyme RNase P thường bao gồm RNA cộng với một hoặc nhiều protein, nhưng đã phát hiện ra một dạng RNase P là protein và không chứa bất kỳ RNA nào – mtRNase P của con người [21]. Nó cũng được sử dụng trong các xét nghiệm COVID-19 như chứng nội để chứng minh rằng xét nghiệm đã được thực hiện chính xác.
• RNase E là một ribonuclease của vi khuẩn. Nó chịu trách nhiệm cho sự hình thành ổn định của RNA (rRNA và tRNA) và hầu hết các khía cạnh của quá trình xử lý và phân hủy RNA (nhân tố chính trong quá trình phân rã mRNA) [1][ 22]. Nó cũng đóng một vai trò quan trọng trong các phản ứng SOS ở vi khuẩn khi bị căng thẳng do tổn thương DNA [23].
• RNase G là phiên bản tương tự của RNase E, quan trọng trong quá trình phân tách nhiễm sắc thể và phân chia tế bào [1][ 24]. Nó tham gia vào quá trình xử lý đầu 5′ của 16S rRNA và được coi là một trong những yếu tố điều hòa của bó sợi trục tế bào chất [1][ 24]. Giống như RNase E, nó chịu trách nhiệm cho sự trưởng thành của rRNA, nhưng RNase E là enzyme không thể thiếu cho sự sống còn Rnase G thì không [1][ 24].

Exoribonuclease là các enzym phân cắt các phân tử RNA bên ngoài – chúng phủy phân liên kết phosphodiester từ hai đầu: 5′ hoặc 3′ [ 1][ 25]. Thông thường một endoribonuclease sẽ bắt đầu cắt RNA từ giữa và sau đó exoribonuclease sẽ hoàn thành công việc phân hủy hoàn toàn RNA [6]. Do, đầu 3′ RNA thông thường được bảo vệ bởi cấu trúc kẹp tóc và đầu 5′ được bảo vệ bởi cấu trúc CAP, vì vậy trước tiên chúng phải được cắt ở giữa để exoribonuclease có thể tiếp cận đầu 5’ hoặc 3’ mà chúng có thể bắt đầu thủy phân [6]. Dưới đây là một số ví dụ về exoribonuclease.

• PNPase thuộc họ PDX [1]. Nó bắt đầu phân hủy RNA từ đầu 3′, được bảo tồn cao và tham gia vào quá trình hình thành và kiểm soát chất lượng của RNA ở vi khuẩn, thực vật và con người [ 1][ 26][27]. PNPase cũng đóng một vai trò rất quan trọng trong quá trình phân rã mRNA vòng [ 1][ 26].
• RNase T rất quan trọng đối với sự hình thành theo chiều 3′-5′ của các RNA (như rRNA và tRNA), bởi vì không giống như các RNase khác, nó có thể loại bỏ hiệu quả các thừa gần thân sợi đôi [28][29 ] . RNase T cũng có khả năng phân cắt cả DNA và RNA và có tính đặc hiệu cơ chất đặc biệt (một cytosine đầu 3’ làm giảm hoạt động của nó gấp 100 lần và hai cytosine liên tục đầu 3’ đầu gần như loại bỏ hoạt động enzyme) [ 29][ 30].
• Oligoribonuclease bắt đầu hoạt động sau khi các RNase khác đã phân hủy RNA và để lại các đoạn 2–5 nucleotide. Sau đó, oligoribonuclease phân giải các oligonucleotide ngắn này thành mononucleotide [ 1][ 31].
• Exoribonuclease I (Xrn 1) là một exoribonuclease nhân chuẩn được bảo tồn cao [32]. Nó chịu trách nhiệm cho sự suy thoái của mRNA tế bào chất, phân tách RNA chuỗi đơn theo chiều từ đầu 5’ đến đầu 3’  [ 32][ 33].

RNases có thể được tìm thấy ở đâu?

Như đã đề cập trước đây, tất cả các sinh vật nhân sơ và sinh vật nhân chuẩn đều chứa RNase, nhưng không phải tất cả các sinh vật đều có RNase giống nhau – có những loại tương đồng, nhưng cũng có những loại hoàn toàn khác nhau [1][5]. Ví dụ, Exoribonuclease I chỉ có ở sinh vật nhân thực [ 32][ 33]. RNase có mặt trong hầu hết các tế bào của cơ thể, một số trong số chúng cũng được tiết ra bên ngoài tế bào [ 1][ 10]. Ví dụ: ở người, các RNase được tiết ra này giúp bảo vệ cơ thể chúng ta khỏi virus RNA [1][ 34].

Tại sao RNase lại quan trọng?

Mặc dù RNases có thể gây ra những ảnh hưởng không mong muốn cho thí nghiệm của bạn và làm suy thoái RNA mà bạn đang làm việc cùng, nhưng chúng vẫn rất cần thiết cho sự sống nói chung. Rất nhiều chức năng và vai trò khác nhau mà RNase đã được đề cập, vì vậy đây là một danh sách ngắn chỉ để tổng hợp.

• Chúng đóng vai trò quan trọng trong quá trình trưởng thành của các phân tử RNA (cả mRNA và RNA không mã hóa) [1][ 2][ 20].
• Chúng rất quan trọng đối với các quá trình: chuyển hóa tế bào, biểu hiện gen, tăng trưởng và biệt hóa tế bào [1].
• Chúng đóng vai trò trong tiến trình tự chết của tế bào [35].
• Chúng là lớp bảo vệ đầu tiên chống lại virus RNA và cũng là một phần của các quá trình miễn dịch tế bào tiên tiến hơn (ví dụ: RNA interference -RNA can thiệp) [ 1][ 34].
• Chúng là một phần của phản ứng căng thẳng độc tố ở sinh vật nhân sơ [36].
• Chúng cũng đóng một vai trò quan trọng trong phản ứng căng thẳng ở sinh vật nhân sơ [23] và sinh vật nhân chuẩn [37]
• Chúng có vai trò quan trọng trong quá trình hình thành mạch [38].
• Chúng có mặt trong cơ chế tự không tương thích ở thực vật [39].

Chất ức chế RNase là gì?

Như tên gọi, chất ức chế Rnase có khả năng ức chế hoạt động của RNase. Chính xác hơn, chúng là các protein liên kết ái lực rất cao với các RNase tương ứng [40]. Vì vậy, chức năng quan trọng của các chất ức chế RNase hay được đề cập đối với nghiên cứu và chẩn đoán là bảo vệ các mẫu RNA khỏi sự thoái hóa đến từ RNase [41].

Mọi người thường nhầm tưởng sau khi tinh sạch RNA thì sẽ không còn RNases nào có thể gây ảnh hưởng cho thí nghiệm, nhưng thực tế RNases có thể dễ dàng xâm nhập vào mẫu từ môi trường. Ví dụ: Nếu bạn không sử dụng găng tay lúc thao tác, nếu bạn chưa vệ sinh pipet đúng cách hoặc thậm chí là do sử dụng máy điều hòa không khí.

Mặc dù RNase phổ biến, nhưng các chất ức chế của chúng không phổ biến trong tự nhiên như các lựa chọn tổng hợp. Trong phòng thí nghiêm, các chất ức Rnase được tổng hợp chủ yếu ức chế hoạt động của RNase A, RNase B và RNase C. Đối với các RNase khác, thực sự không có nhiều chất ức chế trên thị trường. Tại sao vậy? Có một lý do đơn giản – cho đến nay rất ít chất ức chế được mô tả đúng đặc điểm. Tuy nhiên, một loại được miêu tả đặc trưng rõ ràng là chất ức chế RNase nhau thai của con người, được biết là có tác dụng ức chế RNase A và các chất tương đồng của nó ở các động vật có vú khác [40].

Giống như RNase, chất ức chế của chúng cũng có xu hướng là loài hoặc ít nhất là lớp cụ thể [41][42]. Ví dụ, các chất ức chế RNase của động vật có vú không thể liên kết với một số loại RNase nhất định từ các loài không phải động vật có vú khác [42]. Cơ chế này được sử dụng trong nghiên cứu ung thư, trong đó RNase của động vật lưỡng cư được sử dụng để tiêu diệt tế bào ung thư [40][42]. Một ứng dụng khác cho cơ chế này là liệu pháp ức chế RNase cho dị ứng [40].

Có nhiều phương pháp khác cũng như cách sử dụng chất ức chế RNase để chữa bệnh ung thư và các bệnh khác, điều này tiếp tục chứng minh tầm quan trọng của các phân tử nhỏ này [42].

Hiện nay, ứng dụng phổ biến của các chất ức chế RNAse là trong các kỹ thuật thao tác với RNA như xét nghiệm, chẩn đoán bệnh do virus gây ra bằng kỹ thuật RT-PCR, Realtime RT-PCR.

RiboGrip^TM là gì ?

RiboGrip^TM là chất ức chế ribonuclease được thiết kế dựa trên cấu trúc protein của RNase đến từ Solis BioDyne, có khả năng làm bất hoạt RNase A, RNase B và RNase C. Nó ức chế hoạt động của các ribonuclease A này bằng cách liên kết không cộng hóa trị không cạnh tranh ở tỷ lệ 1:1. RiboGrip^TM duy trì hoạt tính ít nhất trong 1 giờ ở 60°C. Đồng thời nhờ công nghệ Stability TAG, RiboGrip^TM không bị mất hoạt tính trong tối đa 1 tháng ở nhiệt độ phòng.

RiboGrip ^TM được sản xuất từ đâu ?

RiboGrip^TM được tinh chế từ chủng E. coli biểu hiện quá mức mang plasmid có chứa gen mã hóa Chất ức chế RiboGrip RNase.

RiboGrip ^TM  có thể tìm được trong sản phẩm nào?

Để mang tới những lợi ích tốt nhất cho khách hàng, RiboGrip ^TM đã được Solis BioDyne cung cấp sẵn trong tất cả các sản phẩm RT-qPCR và trong Bộ CoV 1 bước SOLIScript ^® của mình, nhằm giảm thiểu những ảnh hưởng của việc nhiễm RNase trong thí nghiệm. Ngoài ra, Solis BioDyne cũng cung cấp sản phẩm RiboGrip™ RNase Inhibitor nhằm hỗ trợ người dùng trong nhiều thí nghiệm liên quan tới RNA.

Tại sao lại là RiboGrip™?

• Tính ứng dụng cao
• Công nghệ Stability TAG (Hỗ trợ thiết vật phản ứng và vận chuyển ở nhiệt độ thường)
• Duy trì hoạt tính ít nhất trong 1h ở 60 °C
• Bảo vệ RNA khỏi RNAase A, RNase B và RNase C
• Giảm lượng khí thải carbon và chi phí của bạn

Link bài gốc: https://solisbiodyne.com/EN/rnases-and-their-inhibitors/

Tài liệu tham khảo

[1] Arraiano, C. M., Andrade, J. M., Domingues, S., Guinote, I. B., Malecki, M., Matos, R. G, Moreira, R. N., Pobre, V., Reis, F. P., Saramago, M.; Silva, I. J., Viegas, S. C. (2010). The critical role of RNA processing and degradation in the control of gene expression. FEMS Microbiology Reviews, 34(5), 883–923, https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2010.00242.x

[2] Snow, S., Bacon, E., Bergeron, J., Katzman, D., Wilhelm, A., Lewis, O., Syangtan, D., Calkins, A.; Archambault, L., Anacker, M. L., Schlax, P. J. (2020). Transcript decay mediated by RNase III in Borrelia burgdorferi. Biochemical and Biophysical Research Communications, 529(2), 386–391. doi:10.1016/j.bbrc.2020.05.201

[3] Wellner, K., Betat, H., Mörl, M. (2018). A tRNA’s fate is decided at its 3′ end: Collaborative actions of CCA-adding enzyme and RNases involved in tRNA processing and degradation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Gene Regulatory Mechanisms, 1861(4), 433-441. doi: 10.1016/j.bbagrm.2018.01.012.

[4] Kang, S. O., Caparon, M. G., Cho, K. H. (2010). Virulence Gene Regulation by CvfA, a Putative RNase: the CvfA-Enolase Complex in Streptococcus pyogenes Links Nutritional Stress, Growth-Phase Control, and Virulence Gene Expression. Infection and Immunity, 78(6), 2754–2767. doi:10.1128/IAI.01370-09

[5] Hartmann, E., Hartmann, R.K. (2003). The enigma of ribonuclease P evolution. Trends in Genetics, 19(10), 561-569. https://doi.org/10.1016/j.tig.2003.08.007

[6] Tomecki, R. & Dziembowski, A. (2010). Novel endoribonucleases as central players in various pathways of eukaryotic RNA metabolism. RNA, 16(9), 1692–1724. https://doi.org/10.1261/rna.2237610

[7] Ming Li, W., Barnes, T., Lee, C. H. (2010). Endoribonucleases – enzymes gaining spotlight in mRNA metabolism., 277(3), 627–641. doi:10.1111/j.1742-4658.2009.07488.x

[8] Murchison, E.P. (2013). RNAases. In S. Maloy, K. Huges (Ed.). Brenner’s Encyclopedia of Genetics (Second Edition, pp. 270). Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-374984-0.01355-3.

[9] Beintema J. J. & van der Laan J. M. (1986). Comparison of the structure of turtle pancreatic ribonuclease with those of mammalian ribonucleases. FEBS Lett, 194(2), 338-42. doi: 10.1016/0014-5793(86)80113-2. 

[10] Gotte, G. & Menegazzi, M. (2019). Biological Activities of Secretory RNases: Focus on Their Oligomerization to Design Antitumor Drugs. Frontiers in immunology, 10, 2626. https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.02626.

[11] Gutte, B. & Merrifield, R. B. (1971), “The Synthesis of Ribonuclease A”, The Journal of Biological Chemistry, 246 (6), 1922–1941. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)62396-8.

[12] Kresge, N., Simoni, R.D., Hill, R.L. (2006). The Solid Phase Synthesis of Ribonuclease A by Robert Bruce Merrifield. Journal of Biological Chemistry, 281(26): e21-e23. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(20)55702-5.

[13] Rudd, P. M., Joao, H. C., Coghill, E., Fiten, P., Saunders, M. R., Opdenakker, G., Dwek, R. A. (1994). Glycoforms modify the dynamic stability and functional activity of an enzyme. Biochemistry, 33(1), 17–22. doi:10.1021/bi00167a003

[14] Arnold U., Schierhorn A., Ulbrich-Hofmann R. (1999). Modification of the unfolding region in bovine pancreatic ribonuclease and its influence on the thermal stability and proteolytic fragmentation. Eur J Biochem, 259(1-2), 470-5. doi: 10.1046/j.1432-1327.1999.00059.x. 

[15] Court, D. L., Gan, J., Liang, Y. H., Shaw, G. X., Tropea, J. E., Costantino, N., Waugh, D. S., & Ji, X. (2013). RNase III: Genetics and function; structure and mechanism. Annual review of genetics, 47, 405–431. https://doi.org/10.1146/annurev-genet-110711-155618

[16] Cerritelli, S. M. & Crouch, R. J. (2009). Ribonuclease H: the enzymes in eukaryotes. The FEBS journal, 276(6), 1494–1505. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2009.06908.x

[17] Guerrier-Takada C., Gardiner K., Marsh T., Pace N., Altman S. (1983) The RNA moiety of ribonuclease P is the catalytic subunit of the enzyme. Cell, 3 Pt 2, 849-57. doi: 10.1016/0092-8674(83)90117-4. 

[18] Robertson H. D., Altman S., Smith J. D. (1972). Purification and properties of a specific Escherichia coli ribonuclease which cleaves a tyrosine transfer ribonucleic acid presursor. J Biol Chem, 247(16), 5243-51. 

[19] The Nobel Prize in Chemistry 1989. The Nobel Prize. Retrieved 16 January 2022, from https://www.nobelprize.org/prizes/chemistry/1989/summary/

[20] Reiner, R., Ben-Asouli, Y., Krilovetzky, I., Jarrous, N. (2006). A role for the catalytic ribonucleoprotein RNase P in RNA polymerase III transcription. Genes & development, 20(12), 1621–1635. https://doi.org/10.1101/gad.386706

[21] Holzmann J., Frank P., Löffler E., Bennett K. L., Gerner C., Rossmanith, W. (2008). RNase P without RNA: identification and functional reconstitution of the human mitochondrial tRNA processing enzyme. Cell, 135(3), 462-74. doi: 10.1016/j.cell.2008.09.013. PMID: 18984158.

[22] Mackie, G. (2013). RNase E: at the interface of bacterial RNA processing and decay. Nat Rev Microbiol 11, 45–57. https://doi.org/10.1038/nrmicro2930

[23] Manasherob, R., Miller, C., Kim, K., Cohen, S. N. (2012). Ribonuclease E Modulation of the Bacterial SOS Response. PLoS ONE, 7(6), e38426. doi:10.1371/journal.pone.0038426

[24] Wachi, M., Umitsuki, G., Shimizu, M., Takada, A., Nagai, K. (1999). Escherichia coli cafA Gene Encodes a Novel RNase, Designated as RNase G, Involved in Processing of the 5′ End of 16S rRNA. Biochemical and Biophysical Research Communications, 259(2), 0–488. doi:10.1006/bbrc.1999.0806

[25] Zuo, Y. & Deutscher, M. P. (2001). Exoribonuclease superfamilies: structural analysis and phylogenetic distribution. Nucleic acids research, 29(5), 1017–1026. https://doi.org/10.1093/nar/29.5.1017

[26] Briani F., Carzaniga T., Dehò G. (2016). Regulation and functions of bacterial PNPase. Wiley Interdiscip Rev RNA, 7(2):241-58. doi: 10.1002/wrna.1328. 

[27] Portnoy, V., Palnizky, G., Yehudai-Resheff, S., Glaser, F., Schuster, G. (2008). Analysis of the human polynucleotide phosphorylase (PNPase) reveals differences in RNA binding and response to phosphate compared to its bacterial and chloroplast counterparts. RNA, 14(2), 297–309. https://doi.org/10.1261/rna.698108

[28] Zuo, Y. & Deutscher, M. P. (1999). The DNase activity of RNase T and its application to DNA cloning, Nucleic Acids Research, 27(20), 4077–4082, https://doi.org/10.1093/nar/27.20.4077

[29] Zuo, Y., Deutscher, M. P. (2002). The Physiological Role of RNase T Can Be Explained by Its Unusual Substrate Specificity. Journal of Biological Chemistry, 277(33), 29654–29661. doi:10.1074/jbc.m204252200

[30] Hsiao, Y. Y., Duh, Y., Chen, Y. P., Wang, Y. T., & Yuan, H. S. (2012). How an exonuclease decides where to stop in trimming of nucleic acids: crystal structures of RNase T-product complexes. Nucleic acids research, 40(16), 8144–8154. https://doi.org/10.1093/nar/gks548

[31] Ghosh, S. & Deutscher, M. P. (1999). Oligoribonuclease is an essential component of the mRNA decay pathway. Proceedings of the National Academy of Sciences, 96(8), 4372–4377. doi:10.1073/pnas.96.8.4372

[32] Nagarajan, V. K., Jones, C. I., Newbury, S. F., & Green, P. J. (2013). XRN 5’→3′ exoribonucleases: structure, mechanisms and functions. Biochimica et biophysica acta, 1829(6-7), 590–603. https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2013.03.005

[33] Andrew M. P., Kristina D., Catherine M., Richard D. K., Arlen W. J. (1998). Mutational analysis of exoribonuclease I from Saccharomyces cerevisiae, Nucleic Acids Research, 26(16), 3707–3716. https://doi.org/10.1093/nar/26.16.3707

[34] Ilinskaya, O. N., & Mahmud, R. S. (2014). Ribonucleases as antiviral agents. Molecular biology, 48(5), 615–623. https://doi.org/10.1134/S0026893314040050

[35] Sato, A., Naito, T., Hiramoto, A., Goda, K., Omi, T., Kitade, Y., Sasaki, T., Matsuda, A., Fukushima, M., Wataya, Y., Kim, H.-S. (2010). Association of RNase L with a Ras GTPase-activating-like protein IQGAP1 in mediating the apoptosis of a human cancer cell-line, 277(21), 4464–4473. doi:10.1111/j.1742-4658.2010.07833.x

[36] Ramage, H. R., Connolly, L. E., Cox, J. S. (2009). Comprehensive functional analysis of Mycobacterium tuberculosis toxin-antitoxin systems: implications for pathogenesis, stress responses, and evolution. PLoS Genet, 5(12):e1000767. doi: 10.1371/journal.pgen.1000767. 

[37] Thompson, D. M. & Parker, R (2009). The RNase Rny1p cleaves tRNAs and promotes cell death during oxidative stress in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol, 185 (1): 43–50. doi: https://doi.org/10.1083/jcb.200811119

[38] Lasch, M., Kumaraswami, K., Nasiscionyte, S., Kircher, S., van den Heuvel, D., Meister, S., Ishikawa-Ankerhold, H., & Deindl, E. (2020). RNase A Treatment Interferes With Leukocyte Recruitment, Neutrophil Extracellular Trap Formation, and Angiogenesis in Ischemic Muscle Tissue. Frontiers in physiology, 11, 576736. https://doi.org/10.3389/fphys.2020.576736

[39] Williams, J. S., Wu, L., Li, S., Sun, P., Kao, T.-H. (2015). Insight into S-RNase-based self-incompatibility in Petunia: recent findings and future directions. Frontiers in Plant Science, 6(), –. doi:10.3389/fpls.2015.00041

[40] Yakovlev, G. I., Mitkevich, V. A., Makarov, A. A. (2006). Ribonuclease Inhibitors. Molecular Biology, 40(6): 867-874. DOI: 10.1134/S0026893306060045

[41] Dickson, K. A., Haigis, M. C., Raines, R. T. (2005). Ribonuclease inhibitor: structure and function. Progress in nucleic acid research and molecular biology, 80, 349–374. https://doi.org/10.1016/S0079-6603(05)80009-1

[42] Ardelt, W., Shogen, K., Darzynkiewicz, Z. (2008). Onconase and amphinase, the antitumor ribonucleases from Rana pipiens oocytes. Current pharmaceutical biotechnology, 9(3), 215–225. https://doi.org/10.2174/138920108784567245